Lonza Nucleofector 2b單孔細胞核轉染系統
——原代細胞、難轉染細胞系高效轉染解決方案
北京澤平代理的德國進口Lonza Nucleofector 2b單孔細胞核轉染系統（原Amaxa Nucleofector II/2b Device，又稱Lonza 2b細胞核轉儀、Lonza 2b細胞電轉儀）， 作為全球知名的高效基因電轉儀，其利用傳統電穿孔原理，結合細胞特異性電轉染液，可以將包括DNA、RNA、質粒、多肽、蛋白質、核糖核蛋白復合體RNP、小分子化合物等轉入細胞質中，并穿過核膜直接進入細胞核中，實現高效轉染，稱為Nucleofector核轉染技術(Nucleofection)。其中質粒DNA轉染效率最高達到90%、寡核苷酸如siRNA轉染效率最高達到99%。
Lonza 2b電轉儀自2001年上市以來，廣泛用于包括干細胞、神經細胞、T淋巴細胞在內的動物原代細胞和難轉染的細胞系，以及細菌、外泌體轉染中，助力CAR-T、CAR-NK、CRISPR/Cas9基因編輯、IPS重編程、RNA干擾、外泌體遞送等多種前沿研究，全球發表文章超過14,000篇。
2b電轉儀不依賴于有絲分|裂，尤其適合不分化細胞，如靜止的T淋巴細胞、神經細胞等，最快2小時可觀察到蛋白表達。相比脂質體轉染、病毒轉導、傳統電穿孔儀，Lonza 2b電轉儀操作簡單，重復性高，在原代細胞和細胞系中實現更高轉染效率、更高細胞活率、更快基因表達，加快推進實驗進程。
Fig. Primary NHDF-neo cells were transfected with labeled plasmid DNA encoding GFP, fixed after 2h in 3.5%PFA and analyzed by confocal microscopy.
Lonza Nucleofector核轉染技術依托電轉儀設備、電轉染試劑盒、全球共享數據庫三方面技術和資源優勢，實現高效、靈活、方便的細胞轉染體驗。
①2b電轉儀——內置(zhi)針對不同細(xi)胞類型優化(hua)的電脈(mo)沖程(cheng)序，無需人工設置(zhi)電壓電流(liu)等(deng)電擊參數，無需摸索轉染條(tiao)件，選定程(cheng)序一(yi)鍵操作，實(shi)驗過程(cheng)簡單方便(bian)。
②電轉染試劑盒——Lonza 2b電轉染試劑盒由電極杯（電轉杯）、電轉染緩沖液、補充劑、pmaxGFP陽性對照質粒、巴氏吸管組成。其電轉緩沖液配方根據原代細胞、細胞系類型單獨優化，每種試劑盒用于不同細胞類型，以提高轉染效率、轉染后細胞活率，支持多種底物共轉染，實驗結果具備高重復性。
③全球共享數據庫——線上實時數據庫（//knowledge.lonza.com），可查詢超過759種細胞的轉染全流程數據，包括轉染前細胞來源、傳代、培養條件、轉染程序選擇和操作技巧、轉染后培養條件、歷史轉染結果等，資源不斷更新，豐富便捷的數據參考，提高實驗效率，幫助科研人員專注于研究本身。
Lonza 2b細胞電轉儀轉染操作流程
Lonza 2b電轉儀參數
| 品牌(pai) |
龍沙(sha)Lonza |
| 產(chan)地 |
德國(guo)科隆 |
| 中文名稱 |
Nucleofector 2b單孔細胞核轉染系統 |
| 英(ying)文名稱 |
Nucleofector II/2b Device |
| 型號(hao) |
II/2b |
| 貨號 |
AAB-1001 |
| 分類 |
基因電穿孔(kong)轉(zhuan)染儀器 |
| 用途 |
懸浮(fu)細胞、貼(tie)壁細胞消化后轉(zhuan)染 |
| 通量 |
單個(ge)樣本 |
| 反(fan)應體系 |
100μL |
| 細胞數(shu)量 |
105至107 |
| 適用細胞 |
①動物原代細(xi)胞、細(xi)胞系，物種(zhong)包括各類哺乳動物、雞、斑馬(ma)魚、果蠅等 |
| ②原核微生物細菌(jun) |
| ③外泌體(ti)等 |
| 轉(zhuan)染底物 |
DNA、RNA（mRNA、miRNA、siRNA等）、質(zhi)粒、多肽、蛋(dan)白質(zhi)、核糖核蛋(dan)白復合(he)體RNP、小(xiao)分子(zi)化合(he)物 |
| 尺寸 |
30×23×11cm |
| 重量 |
2.8kg |
| 電源 |
240V-110V，50-60Hz，自我調節 |
| 銷售授權 |
中國大陸一(yi)級代理商（不含港澳臺） |
| 貨(huo)期 |
大量現貨 |
| 服務(wu) |
售前技術咨(zi)詢，裝機，售后(hou)服(fu)務（售后(hou)限北(bei)京澤平銷售儀器(qi)） |
引用文獻
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2. Stephan Riesenberg, et al.(2023) Efficient high-precision homology-directed repair-dependent genome editing by HDRobust. //doi.org/10.1038/s41592-023-01949-1
3. Kui Zhao, et al.(2023) Generation of an NSD2-deficient human embryonic stem cell line using CRISPR/Cas9 technology. //doi.org/10.1016/j.scr.2023.103255
4. Meiling Jiang, et al.(2023) Generation of a homozygous RANGRF knockout hiPSC line by CRISPR/Cas9 system. //doi.org/10.1016/j.scr.2023.103136
5. Xingjie Ren, et al.(2023) Efficient bi-allelic tagging in human induced pluripotent stem cells using CRISPR. //doi.org/10.1016/j.xpro.2023.102084
6. Ittetsu Nakajima, et al.(2023) In Vivo Delivery of Therapeutic Molecules by Transplantation of Genome-Edited Induced Pluripotent Stem Cells. //doi.org/10.1177/09636897231173734
7. Shidong Qiu, et al.(2023) Generation of the induced pluripotent stem cell line SFMUi001-A from a patient with usher syndrome type 2 caused by biallelic variants in the USH2A gene. //doi.org/10.1016/j.scr.2023.103101
8. Chiami Moyama, et al.(2023) Myb Repression Mediates Stat5b-knockdown-induced Apoptosis and Inhibits Proliferation of Glioblastoma Stem Cells. //doi.org/10.21873/cgp.20374
9. Saito, M.K., et al.(2023) A disease-specific iPS cell resource for studying rare and intractable diseases. //doi.org/10.1186/s41232-023-00294-2
10. Joseph T. Smith, et al.(2023) Developmental dynamics of mitochondrial mRNA abundance and editing reveal roles for temperature and the differentiation-repressive kinase RDK1 in cytochrome oxidase subunit II mRNA editing. //doi.org/10.1128/mbio.01854-23
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