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Lonza Amaxa 4D-Nucleofector細胞核轉染(ran)系統(tong)
——哺乳動物真核細胞高效基因轉染



 

德國進口Lonza 4D-Nucleofector細胞核轉染系統（原Amaxa 4D-Nucleofector核轉儀），創新性地結合經典電穿孔技術和細胞特異性電轉染液，實現了DNA、RNA(如crRNA、tracrRNA、gRNA、sgRNA)、RNP核糖核蛋白復合體、蛋白質（如Cas9核酸酶、切口酶、dCas9蛋白、Cas12a/Cpf1核酸酶）、小分子物質高效轉染各類哺乳動物貼壁細胞、懸浮細胞、外泌體exosome等。

新款Lonza 4D核轉儀由用于小規模轉染的X模塊（4D-Nucleofector X Unit）、貼壁細胞不經消化進行原位轉染的Y模塊（4D-Nucleofector Y Unit）、單一細胞大規模流式轉染的LV模塊（4D-Nucleofector LV Unit）、高通量篩選的96孔模塊（原96-well Shuttle Device）組成。 點擊查看：Lonza Nucleofector 2B Device 單孔核轉儀2B型號

Lonza 4D-Nucleofector技(ji)術不依賴于(yu)細胞有絲(si)分|裂，不受(shou)細(xi)胞增殖的(de)影響，可直接將外源基因導入細(xi)胞核中(zhong)，即使是未分(fen)|裂的原(yuan)代細胞（如靜(jing)止(zhi)的T淋巴細胞或神經(jing)元），也可以快速(su)表達(da)。

Lonza 4D-Nucleofector對質粒DNA轉染效率高達90％，寡核苷酸（如siRNA）轉染效率高達99％，面世20年來，已成功轉染＞1200種細胞系、＞130種原代細胞，并在干細胞、免疫細胞、神經細胞等各類較難轉染的細胞、以及外泌體電穿孔裝載藥物中獲得了優秀的效果。

由于同種細胞系或原代細胞使用相同的轉染條件（轉染程序和轉染試劑盒），Lonza 4D-Nucleofector可實現多種外源物質共轉染，例如CRISPR-Cas9基因編輯時共轉染2種sgRNA等。



圖. GFP標(biao)記的質粒(li)轉染新(xin)生(sheng)兒(er)皮膚成纖維細(xi)胞，2小時后用(yong)3.5% PFA 固定，共聚焦顯微(wei)鏡可觀察到GFP蛋白在細(xi)胞核(he)內表達。

4D-Nucleofector細胞核轉染方法特點

1.針對每種細胞優化的電脈沖參數，可將底物導入細胞質甚至是細胞核；
2.特殊配方的電轉染液，同時提供高轉染效率和細胞保護，提高細胞轉染后存活率；
3.全球共享數據庫，專業指導，從細胞來源、傳代、培養條件、培養基、轉染程序選擇和操作技巧、到轉染后培養技巧，已形成成熟的實驗方案。



 

4D-Nucleofector核轉染系統為基因治療研究、免疫治療研究、干細胞研究等提供了方便的工具。相比電穿孔在內的其他非病毒轉染技術，更具優勢：

-采用高分子聚合物電極，避免傳統鋁電極的離子毒害，維持細胞生理狀態，提高存活率。
-轉染后可快速觀察實驗結果，例如轉染GFP后最快2小時可觀察到蛋白。
-無需自己優化條件，擁有超過759種細胞類型的現成程序，可直接使用，全球共享數據庫，超過1500條轉染數據可供參考，并持續更新。
-可轉染包括DNA、mRNA、miRNA、siRNA、RNP、肽、蛋白質、小分子化合物在內的多種底物。
-可用于難以轉染的原代細胞、干細胞、神經元、細胞系，以及外泌體
-可不用消化細胞，進行貼壁細胞的原位轉染。
-靈活的轉染規模縮放，可在低、中、高通量中輕松轉移，實現2×10^4至1×10^9個細胞數量的輕松擴展。
-全球發表文章超過14,000篇。

最近，Lonza 4D-Nucleofector核轉染系統已廣泛應用于通過RNAi、CRISPR-Cas9、CRISPR-Cas12a進行的基因敲除研究、以及iPS誘導多能干細胞、CAR-NK、CAR-T、外泌體藥物遞送的研究中，在包括功能和結構基因組學、藥物發現以及基因和細胞療法的研究中大放異彩。

4D核轉儀結構和功能應用：

4D-Nucleofector細胞核轉染系統采用(yong)模塊化設計，可(ke)根據研(yan)究者的需求，自行(xing)組合數(shu)個模塊形成一套完整系統。

1、C模塊：4D-Nucleofector系統(tong)的(de)控制(zhi)單元(yuan)，內置轉染程(cheng)序(xu)，將(jiang)不同(tong)的(de)功能單元(yuan)（模(mo)塊）整合為(wei)一個系統(tong)，以(yi)運行(xing)不同(tong)的(de)應(ying)用程(cheng)序(xu)。



 

2、X模塊：用于懸浮(fu)細(xi)胞(bao)、或貼壁(bi)細(xi)胞(bao)消化(hua)后(hou)的小(xiao)規模(mo)轉(zhuan)(zhuan)(zhuan)染(ran)，轉(zhuan)(zhuan)(zhuan)染(ran)細(xi)胞(bao)數量2×10^4至2×10^7。可(ke)同時轉(zhuan)(zhuan)(zhuan)染(ran)2個(ge)100μL電轉(zhuan)(zhuan)(zhuan)杯、1個(ge)16孔(kong)(kong)電轉(zhuan)(zhuan)(zhuan)板條(tiao)（每(mei)孔(kong)(kong)20μL），每(mei)個(ge)電轉(zhuan)(zhuan)(zhuan)杯、每(mei)個(ge)孔(kong)(kong)可(ke)獨(du)立設置程序。另外在使用96孔(kong)(kong)模(mo)塊時，也(ye)需要X模(mo)塊。



 

3、Y模塊：用于貼(tie)壁細(xi)胞不經消化的(de)原位轉(zhuan)染(ran)，可同時轉(zhuan)染(ran)1個(ge)24孔(kong)(kong)電轉(zhuan)板(ban)條（每(mei)孔(kong)(kong)350μL），每(mei)個(ge)孔(kong)(kong)可獨立設置程序。



 

4、LV模塊：用(yong)于同(tong)一種懸浮細胞(bao)、或同(tong)一種貼壁細胞(bao)消化后的大規(gui)模轉(zhuan)染(ran)，轉(zhuan)染(ran)細胞(bao)數量1×10^7至2×10^9。可使(shi)用(yong)1mL手動進樣電(dian)轉(zhuan)盤(pan)、或20mL連續進樣電(dian)轉(zhuan)盤(pan)。通常使(shi)用(yong)X模塊小試摸條件，再用(yong)LV模塊線(xian)性(xing)放大轉(zhuan)染(ran)規(gui)模。



 

5、96孔模塊：用(yong)于(yu)同時轉染(ran)96個樣(yang)品的(de)細胞(bao)，轉染(ran)細胞(bao)數量2×10^4至(zhi)1×10^6。每個孔可獨立設(she)置(zhi)程序(xu)。必須與(yu)X模(mo)塊結(jie)合(he)使用(yong)。


 

注：常用模塊組合參考
常規小規模轉染：C+X
貼壁細胞原位轉染：C+Y
懸浮+貼壁細胞轉染：C+X+Y
大規模轉染：C+X+LV
摸索復雜轉染條件：C+X+96孔

 

Lonza 4D-Nucleofector細胞核轉染系統參數
 

 

引用文獻：
1.Synchronous Disintegration of Ferroptosis Defense Axis via Engineered Exosome-Conjugated Magnetic Nanoparticles for Glioblastoma Therapy. Boyan Li, et al. Advanced Science, May 4, 2022
2.Mouse brain-wide transgene expression by systemic injection of genetically engineered exosomes: CAP-Exosomes. Saumyendra N Sarkar, Debora Corbin, James W Simpkins. bioRxiv, April 9, 2022
3.Engineering of CRISPR-Cas12b for human genome editing.Strecker J, et al. Nature (2019) 10(1): 212 
4.Gene correction for SCID-X1 in long-term hematopoietic stem cells.Pavel-Dinu M, et al. Nat Commun. (2019) 10 (1): 1634
5.Orthotopic replacement of T-cell receptor a- and ?-chains with preservation of near-physiological T-cell function.Schober K, et al. Nat Biomed Eng (2019) 10: 01 
6.Ribonucleoprotein Transfection for CRISPR/Cas9-Mediated Gene Knockout in Primary T Cells.Oh SA, et al. Curr Protoc Immunol (2019) 124(1): e69 
7.Polymer-stabilized Cas9 nanoparticles and modified repair templates increase genome editing efficiency.Nguyen DN, et al. Nat Biotechnol (2019) 1: 1 
8.CRISPR-Cas9 genome engineering of primary CD4+ T cells for the interrogation of HIV-host factor interactions. Hultquist JF, et al. Nat Protocols (2019) 14(1): 1-27 
9.Bacteria-free minicircle DNA system to generate integration-free CAR-T cells.Chen Cheng, et al. J Med Genetics (2019) 56: 10–17 
10.Genome-wide CRISPR Screens in Primary Human T Cells Reveal Key Regulators of Immune Function. Shifrut E, et al. Cell (2018) 175(7): 1985-1971 
11.Guide Swap enables genome-scale pooled CRISPR-Cas9 screening in human primary cells. Ting PY, et al. Nat Methods (2018) 15(11)
12.Cytokines induced killer cells produced in good manufacturing practices conditions: identification of the most advantageous and safest expansion method in terms of viability, cellular growth and identity.Castiglia S,et al.J Transl Med (2018) 16: 237 
13.A high-fidelity Cas9 mutant delivered as a ribonucleoprotein complex enables efficient gene editing in human hematopoietic stem and progenitor cells. Vakulskas CA,et al.Nat Med (2018) 24(8): 1216-1224
14.Reprogramming human T cell function and specificity with non-viral genome targeting.Roth TL,et al.Nature (2018) 559: 405-9
15.Nucleofection with Plasmid DNA for CRISPR/Cas9-Mediated Inactivation of Programmed Cell Death Protein 1 in CD133-Specific CAR T Cells.Hu B,et al.Hum Gene Ther (2018)
16.Optimized RNP transfection for highly efficient CRISPR/Cas9-mediated gene knockout in primary T cells.Seki A,et al.J Exp Med (2018) 215(3): 985-997
17.Improved Expansion and In Vivo Function of Patient T Cells by a Serum-free Medium.Medvec AR,et al.Mol Ther Methods Clin Dev. (2017) 7; 8: 65-74
18.Going non-viral: the Sleeping Beauty transposon system breaks on through to the clinical side.Hudecek M1,et al.Clin Exp Immunol (2017) 52(4): 355(80) 
19.CRISPR-Mediated Integration of Large Gene Cassettes Using AAV Donor Vectors.Bak RO,et al.Cell Rep (2017) 20(3): 750-756 
20.CRISPR-Cas9 mediated LAG-3 disruption in CAR-T cells.Zhang Y,et al.Frontiers in Immunology (2017) 1: 1-9 
21.CRISPR/Cas9-mediated PD-1 disruption enhances anti-tumor efficacy of human chimeric antigen receptor T cells.Rupp LJ1,et al.Scientific Reports (2017) 7 (1): 737 
22.A genome-wide CRISPR screen identifies a restricted set of HIV host dependency factors.Park RJ, et al.Nat Genet (2017) 49(2): 193-203 

4D-Nucleofector細胞核轉系統轉染RNP引用文獻
1. Seki A, Rutz S. Optimized RNP transfection for highly efficient CRISPR/Cas9-mediated gene knockout in primary T cells. J Exp Med. 2018 Mar 5;215(3):985-997. doi: 10.1084/jem.20171626. Epub 2018 Feb 7. PMID: 29436394; PMCID: PMC5839763.
2. Oh SA, Seki A, Rutz S. Ribonucleoprotein Transfection for CRISPR/Cas9-Mediated Gene Knockout in Primary T Cells. Curr Protoc Immunol. 2019 Feb;124(1):e69. doi: 10.1002/cpim.69. Epub 2018 Oct 18. PMID: 30334617.
3. Naeimi Kararoudi M, Dolatshad H, Trikha P, Hussain SA, Elmas E, Foltz JA, Moseman JE, Thakkar A, Nakkula RJ, Lamb M, Chakravarti N, McLaughlin KJ, Lee DA. Generation of Knock-out Primary and Expanded Human NK Cells Using Cas9 Ribonucleoproteins. J Vis Exp. 2018 Jun 14;(136):58237. doi: 10.3791/58237. PMID: 29985369; PMCID: PMC6101749.
4. Farboud B, Jarvis E, Roth TL, Shin J, Corn JE, Marson A, Meyer BJ, Patel NH, Hochstrasser ML. Enhanced Genome Editing with Cas9 Ribonucleoprotein in Diverse Cells and Organisms. J Vis Exp. 2018 May 25;(135):57350. doi: 10.3791/57350. PMID: 29889198; PMCID: PMC6101420.
5. Dewari PS, Southgate B, Mccarten K, Monogarov G, O'Duibhir E, Quinn N, Tyrer A, Leitner MC, Plumb C, Kalantzaki M, Blin C, Finch R, Bressan RB, Morrison G, Jacobi AM, Behlke MA, von Kriegsheim A, Tomlinson S, Krijgsveld J, Pollard SM. An efficient and scalable pipeline for epitope tagging in mammalian stem cells using Cas9 ribonucleoprotein. Elife. 2018 Apr 11;7:e35069. doi: 10.7554/eLife.35069. PMID: 29638216; PMCID: PMC5947990.
6. Daniel P. Dever1, Rasmus O. Bak1, Andreas Reinisch2, Joab Camarena1, Gabriel Washington1, Carmencita E. Nicolas1,
Mara Pavel-Dinu1, Nivi Saxena1, Alec B. Wilkens1, Sruthi Mantri1, Nobuko Uchida3, Ayal Hendel1, Anupama Narla4,
Ravindra Majeti2, Kenneth I. Weinberg1 & Matthew H. Porteus1. CRISPR/Cas9 β-globin gene targeting in human haematopoietic stem cells.2016 Springer Nature doi:10.1038 (使用4D-Nucleofector LV大規模流式核轉染系統轉染RNP)

 

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